石榴的肠道菌群代谢产物可提高免疫系统抗癌能力

为了研究 UA 依赖性自噬是否模仿了 Stat3^△IEC 小鼠的效果，并以 T 细胞依赖性的方式阻止了肠道肿瘤的发展，研究者们采用了氧化偶氮甲烷 （AOM）诱导的肿瘤发生模型。FVB 小鼠每周注射一次致癌物 AOM，持续 6 周，并以含 UA 的饲料（2.28 g/kg）或对照饲料喂养 18 周（图 1A）。口服 UA 可显著降低肿瘤发生率和肿瘤大小（图 1B-1D）。随之而来的是 CD3⁺ T 细胞浸润到结肠黏膜的增多（图 1E 和 1F）。结合肿瘤类器官 APTK  类器官 （characterized by loss of Apc，Trp53，and Tgfbr2 as well as expression of oncogenic Kras^G12D）系统实验 ，证实了 UA 诱导的肿瘤抑制依赖于 T 细胞。

图 1

线粒体重塑与 T 细胞命运的改变有关。考虑到 UA 效应对 CD8⁺ T 细胞的依赖性，研究者们想了解 UA 是否也可能直接影响 T 细胞的命运。从 FVB 小鼠中纯化的 T 细胞被 αCD3/αCD28 珠刺激，诱导 T 细胞分化为效应 T 细胞亚群，无论 UA 存在与否，持续 72 小时。UA 给药阻断了向效应 T 细胞的分化（图 2B 和 2C），并导致幼稚 CD44^loCD62L^hi T 细胞显著增加。此外，还观察到中枢记忆细胞（TCM）的减少，而效应记忆细胞（TEM）的频率保持不变。在 CD4⁺ 细胞中，只观察到较晚时间点的变化，其特征是 CD4⁺ 细胞的幼稚样减少，但 TEM 细胞的频率增强。

图 2

研究者们从 OT-1 供体小鼠（图 3A）中培养 T 细胞 48 小时（UA 或对照），然后过继转移到免疫缺陷 Rag1^-/-小鼠。移植后 7 天，在接受了 UA 处理的 T 细胞的小鼠中，移植的 CD8⁺ T 细胞的数量更高（图 3B），支持增加的扩张潜力。此外，当 UA 条件下的 OT-1 T 细胞移植到具有可触及的过表达卵白蛋白 APTK （APTK- ova）肿瘤的小鼠（图 3C），这导致了与对照 OT-I T 细胞相比更强的肿瘤抑制（图 3D 和 3E）。对肿瘤的分析显示，在 UA-T 细胞转移后，肿瘤中 CD44 表达较低，而 TCF1^HiCD8⁺ 肿瘤浸润 T 细胞数量较高（图 3F 和 3G）。这在肿瘤中符合 UA 诱导的记忆表型的维持，CD62L 表达保持不变（图 3H）。此外，与改善的记忆反应一致，接受 UA 预处理的 T 细胞的动物在TME中包含更少的 Tim3^HiPD1^Hi 最终耗尽的 CD8⁺ T 细胞（图 3I）。因此，UA 在过继细胞转移过程中增强了免疫介导的抗肿瘤记忆。

图 3

研究者们进一步证实，在给 CD8⁺ T 细胞服用 UA 后 6 小时内，线粒体膜电位降低（图 4A 和 4B）。这伴随着增强的溶酶体形成（图 4C）， 24 小时后，线粒体含量以剂量依赖性的方式丢失（图 4D）。后者可以在所有分析的 T 细胞亚群中检测到，因此提示有丝分裂的诱导。图 4 的其他数据也有力地支持了 UA 诱导的依赖于 Pink1 的自噬触发 T_SCM 的形成以增强抗肿瘤免疫的观点。

图 4

研究者们共鉴定出 1178 个差异表达基因，其中 765 个表达上调，413 个表达下调（图 5A）。UA 治疗降低了免疫检查点和效应分子编码基因的表达，而增强了 Cd27、Ccr7 和粘附基因的表达（图5B），这是干细胞样 CD8⁺ T 细胞的一个特征。另外，研究了观察到的 TCF1 上调是否是 Wnt 信号增强的结果。根据这一概念，观察到几个 Wnt 靶基因的转录增加（扩展数据图 4B）。此外，UA 在 6 小时后已经导致 β-连环蛋白磷酸化显著下降（图 5），表明 Wnt 信号的激活早于转录因子的改变。图其他结果表明 UA 通过 Wnt 依赖的 PGC-1a 上调来驱动 T_SCM 的形成，这是由 Pgam5 在自噬反应中的囊内释放所促进的。

图 5

最后，研究者们希望确定UA是否会导致人类 CD8⁺ T 细胞中 T_SCM 细胞的扩增。从健康献血者的外周血单个核细胞（PBMCs）中分离出人 CD3⁺ T 细胞，并在 UA 存在的情况下体外用 αCD3/αCD28 珠刺激它们。事实上，在 5 / 5 个人供体中，UA 增加了基于 CD45RA⁺CCR7^HiCD62L⁺CD95⁺CD8⁺ 表达的人类  T_SCM 细胞的频率（图 6B；图 S5A 和 S5B）。与小鼠 T 细胞一样，UA 处理 48 小时后，人 CD8⁺ T 细胞显示出线粒体膜电位下降（图 6C），细胞内染色证实 TCF1 表达增加（图 6D），证实 UA 诱导小鼠和人 T 细胞的记忆干细胞特征。为了确定 UA 引发的自噬是否也构成了诱导 CAR-T_SCM 的可行策略，在存在或不存在 UA 的情况下，激活的 T 细胞通过慢病毒载体（VSV-LV）转导 CD19-CAR 基因。转导后 3 天，测定 CAR - 表达 T_SCM 的数量（图 6E）。UA 不影响基因传递到 CD8⁺ 细胞；然而，尽管在 UA 暴露后， CAR- 表达的 T_SCM 细胞显著增加，约占 CD8⁺ 细胞的 60%（图 6F），但这对 CD19 CAR- T 细胞介导的 NALM-6 白血病细胞杀伤没有负面影响（图 6G）。即使将 UA 应用于先前冷冻的癌胚抗原特异性 CAR - T 细胞（CEA；图 6H），这种强烈增强的 CAR - T_SCM 形成（图 6I）与表达 CEA 的人类 CRC 类器官的杀伤效果相当（图 6J）。因此，UA 显著增强 CAR- T_SCM 细胞的增殖。在 CAR T 细胞杀伤实验中，采用了 Molecular Devices 公司的 SpectraMax iD3 酶标仪的发光模式进行了数据读取。

图 6